BACTÉRIOLOGIE PARODONTALE VERSUS BACTÉRIOLOGIE IMPLANTAIRE

L’implantologie est aujourd’hui une technique de choix pour remplacer des dents absentes. Cette technique est en pleine évolution à la fois dans la conception, la fabrication et les matériaux utilisés. En France, chaque année, 100 000 implants sont posés (données de l’industrie). Si les implants ont un taux de succès de 97 % à 8 ans [¹], et ce indépendamment de la taille et de la forme de l’implant, de la qualité de l’os et de l’acte chirurgical antérieur [²], l’émergence de maladies péri-implantaires est observée, pouvant aboutir à la perte totale de l’implant. L’étiologie des maladies péri-implantaires est mal connue, bien que très souvent l’étiologie microbienne soit retenue. Il a également été montré l’effet potentiellement néfaste des contraintes mécaniques excessives sur l’os péri-implantaire [³].

Deux pathologies distinctes affectent l’implant : la péri-implantite et la mucosite péri-implantaire. Il est admis que les péri-implantites sont des maladies induites par le biofilm qui se forme entre l’implant et les tissus de soutien (c’est-à-dire la muqueuse et l’os). Les maladies péri-implantaires sont donc, dans la majorité des cas, des maladies inflammatoires à composante microbienne. La mucosite péri-implantaire induite également par le biofilm est décrite comme une lésion inflammatoire au niveau de la muqueuse autour de l’implant, alors que la péri-implantite atteint en plus le support osseux [⁴]. Ces définitions ont été retenues par consensus lors du « Seventh European Workshop on Periodontology » [⁵].

Dans cette revue, après des généralités sur la flore buccale, les preuves de l’origine infectieuse des mucosites péri-implantaires et des péri-implantites seront décrites, suivies d’une analyse de la littérature décrivant les différences et les similarités entre les microbiotes des maladies parodontales et ceux des maladies péri-implantaires. Le rôle des états de surface implantaires dans la maturation du biofilm sera succinctement évoqué. Une conclusion déterminera les défis à relever dans le futur.

LA FLORE DE LA CAVITÉ BUCCALE

Dans la cavité buccale, un individu adulte hébergerait environ 250 à 300 espèces bactériennes différentes [⁶], auxquelles il faut ajouter les virus, les protozoaires et les levures. Chaque individu a ainsi dans la cavité buccale sa propre flore microbienne, laquelle comprend environ 10 milliards d’éléments microbiens. Cette flore est encore appelée « microbiote ».

Les technologies d’étude du microbiote ont rapidement évolué ces dernières années : culture et identification, PCR (Polymerase Chain Reaction) grâce à des sondes ADN spécifiques, puis clonage et séquençage ADN. Depuis 2010, les nouvelles technologies de séquençage à très haut débit (NGS) permettent de visualiser rapidement et à moindre coût l’ensemble du microbiote. Les travaux réalisés avec les NGS utilisent soit le pyroséquençage (454 Roche), soit le séquenceur par terminateur réversible (MiSeq Illumina). Tous deux permettent la lecture de plusieurs millions de séquences en parallèle et sans a priori, contrairement aux techniques de PCR classiques qui ciblent des bactéries spécifiques et déjà connues. Les NGS sont fondées sur le « code barre » représenté par les variations de l’ARN ribosomal 16S (ARNr 16S). Chaque espèce bactérienne possède son propre ARNr 16S. Le séquençage des ARNr 16S sans distinction permet de classer l’ensemble des bactéries sous forme d’OTU (unité taxonomique opérationnelle), y compris les espèces non cultivables et les espèces microbiennes inconnues. Citons par exemple les membres du phylum TM7 qui auraient un rôle dans la maladie parodontale [⁷] (^{figures 1} et ²).

Le microbiote buccal est propre à chaque individu mais il est différent selon le site de la cavité buccale. La flore microbienne adhérente à la surface dentaire est différente de celle retrouvée sur les surfaces muqueuses. En effet, au niveau des muqueuses, l’épithélium se renouvelle et la couche superficielle des cellules épithéliales se desquame et est déglutie avec les bactéries qui ont adhéré à sa surface. Au niveau de la surface de la dent et à la surface de l’implant, il n’y a pas de desquamation et, en l’absence d’élimination (par brossage par exemple), le biofilm augmente en épaisseur et voit sa composition modifiée en fonction des nutriments disponibles. Constituée de plusieurs espèces bactériennes, l’architecture des biofilms est complexe. Elle fait aujourd’hui l’objet de modélisations mathématiques obtenues in vitro qui permettent de comprendre la dynamique d’un biofilm en fonction du substrat [⁸]).

Sur les 700 espèces bactériennes retrouvées dans la cavité buccale, 400 sont susceptibles de coloniser le biofilm. À l’état sain, les bactéries vivent en symbiose dans la cavité buccale. En conséquence, le microbiote indigène est considéré comme une composante discrète et inséparable des programmes de développement homéostatique. Des ruptures de l’homéostasie de l’interface hôte-microbiote conduisent à des pathologies. Le microbiote buccal en déséquilibre ou dysbiotique, organisé le plus souvent en biofilm, peut être responsable des pathologies parodontales ou carieuses [⁶]. Ce biofilm est soumis aux contraintes de l’environnement comme le pH, la température, la pression en oxygène, les nutriments disponibles et son support d’attache. L’implant métallique procure un support différent de celui de la dent naturelle, y compris dans des conditions saines. Le biofilm se forme sur la pellicule acquise exogène (PAE) constituée d’éléments salivaires ; après 30 minutes, la composition de la PAE sur la surface d’un implant est différente de celle se déposant sur une dent [⁹]. Ainsi, pour l’implant, la croissance du biofilm est dépendante d’une PAE spécifique et de la rugosité de la surface implantaire [¹⁰].

Plusieurs travaux antérieurs à 2012 ont montré des similitudes microbiennes entre les maladies péri-implantaires et les maladies parodontales [¹¹-¹⁵] et ont confirmé l’origine bactérienne des maladies péri-implantaires (voir infra). Cependant, les résultats des thérapies parodontales appliquées aux pathologies péri-implantaires sont restés modestes [¹⁶], avec des taux élevés de récidive [¹⁷, ¹⁸], ce qui suggère que les sites dentaires et implantaires peuvent être microbiologiquement différents et présenter une réponse inflammatoire différente [¹⁹, ²⁰].

MUCOSITÉS PÉRI-IMPLANTAIRES ET PÉRI-IMPLANTITES : DES MALADIES INDUITES PAR DES MICRO-ORGANISMES

Il est admis aujourd’hui que les deux maladies implantaires, mucosites péri-implantaires et péri-implantites, sont des maladies infectieuses. Les toutes premières preuves proviennent de travaux de Rams et al. qui ont utilisé la microscopie par contraste de phase et la microscopie électronique en transmission pour examiner le biofilm prélevé à la surface d’implants mandibulaires [²¹, ²²]. Au niveau des sites implantaires sains, le biofilm est constitué majoritairement de bactéries de type coccus, tandis que le biofilm prélevé dans la poche d’un implant avec une perte osseuse est constitué d’un grand nombre de spirochètes. Mombelli et al. ont examiné par culture et en microscopie les flores prélevées autour des sites implantaires malades et sains ; ils démontrent un nombre élevé de colonies, avec une abondance de bactéries anaérobies et à Gram négatif, ainsi que de bactéries fusiformes et motiles dans les flores prélevées au niveau des implants « malades » par rapport à la flore bactérienne de type coccus de l’implant sain [²³]. Les études chez l’animal confirment l’étiologie microbienne des maladies péri-implantaires. Ces dernières sont provoquées par l’accumulation de plaque dentaire autour de l’implant posé chez le chien Beagle [²⁴, ²⁵] ou chez le singe [²⁶].

Enfin, la dernière preuve de l’étiologie infectieuse des mucosites péri-implantaires et des péri-implantites est l’amélioration de leur prise en charge par antibiothérapie locale ou systémique ; elle diminue les signes cliniques et réduit le nombre de bactéries anaérobies incluant les parodontopathogènes [²⁷]. Cependant, la lésion péri-implantaire récidive rapidement [¹⁷, ¹⁸]. L’élimination mécanique du biofilm autour de l’implant atteint de mucosite péri-implantaire entraîne une réversibilité de la lésion, ce qui n’est pas le cas dans les péri-implantites [²⁸].

La maladie péri-implantaire est précédée par une accumulation de biofilm dans le sillon péri-implantaire. Le biofilm induit une réponse pro-inflammatoire qui entraîne l’inflammation muqueuse et la résorption de l’os. La maladie peut être provoquée chez plusieurs modèles animaux après accumulation de plaque dentaire et les signes cliniques et histologiques sont semblables à ceux observés chez l’Homme. Les antimicrobiens ont un effet modeste sur le profil bactérien du biofilm. Ce profil est, par ailleurs, différent lorsque l’étiologie retenue lors de l’échec du traitement implantaire est la surcharge traumatique [²⁹].

LES MICROBIOTES DES MALADIES PARODONTALES ET DES MALADIES PÉRI-IMPLANTAIRES SONT-ILS IDENTIQUES ?

Les mucosites péri-implantaires et les péri-implantites montrent plusieurs similitudes cliniques avec les maladies parodontales : respectivement la gingivite et la parodontite. La mucosite péri-implantaire comme la gingivite sont réversibles. La péri-implantite à la fois cliniquement et histologiquement présente de nombreux points communs avec la parodontite : perte d’os, réponse inflammatoire. Le tabac et le diabète non équilibré sont des facteurs de risque communs. De plus, il est démontré que la parodontite est un facteur contribuant à la péri-implantite [³⁰]. Plusieurs études confirment que les antécédents de maladie parodontale augmentent le risque de péri-implantite par rapport aux sujets en bonne santé parodontale [³¹-³³]. Ce risque est encore augmenté lorsqu’il n’y a pas de prise en charge thérapeutique de la maladie parodontale existante [³²].

La plupart des travaux antérieurs à 2012 concluent que la composition du biofilm prélevé dans la poche parodontale est identique à celle prélevée dans la poche péri-implantaire. Ces travaux ont utilisé des approches ciblées, telles que la culture bactérienne [³⁴], les techniques d’hybridation ADN-ADN [³⁵, ³⁶] ou de PCR [³⁷] et ont permis d’identifier les agents pathogènes parodontaux dans le sillon péri-implantaire. Par conséquent, un paradigme de similarité microbienne dans ces deux habitats peut être proposé. Les études montrent que les bactéries de la poche péri-implantaire sont essentiellement des bactéries anaérobies et à Gram négatif. Les résultats obtenus par biologie moléculaire précisent que les bactéries parodontopathogènes du complexe rouge de Socransky (Porphyromonas gingivalis, Tannerella forsythia, Treponema denticola) [³⁸] sont retrouvées en plus grande quantité dans la poche péri-implantaire que dans les sillons gingivaux ou les sites implantaires sains.

Cependant, des résultats contradictoires ont également été publiés. Une évaluation longitudinale du microbiote autour des implants chez des sujets traités pour une parodontite a révélé des différences significatives dans l’abondance des bactéries mobiles entre les sites parodontaux et péri-implantaires un an après leur mise en charge prothétique [³⁹]. La présence de parodontopathogènes au niveau du site implantaire n’était ni indicative, ni prédictive de la maladie péri-implantaire. Par des méthodes de culture bactérienne, Staphylococcus aureus est détecté dans la poche péri-implantaire dès la fin de la chirurgie de pose de l’implant, la fréquence de détection augmentant un an après la pose de l’implant [⁴⁰]. Ces travaux ont été corroborés par une étude utilisant des sondes moléculaires en 2014, laquelle conclut que S. aureus est un colonisateur des sites péri-implantaires sains et malades [⁴¹]. De plus, un taux élevé de S. aureus est détecté dans la poche péri-implantaire alors qu’il est très faible autour d’une dent saine ou d’un implant « sain » [⁴¹, ⁴²]. Par ailleurs, des bactéries entériques sont aussi détectées dans des sites de péri-implantites. Lors d’une étude menée par culture bactérienne, la fréquence de détection de bactéries entériques telles que Enterobacter et Klebsiella augmentait significativement en cas de péri-implantite (30 % des sites échantillonnés), en comparaison avec des implants sains (8 % des sites échantillonnés) [⁴³].

LA COMPOSITION MICROBIENNE DE LA PÉRI-IMPLANTITE EST PLUS DIVERSIFIÉE QUE CELLE DE LA PARODONTITE

À partir de 2011, l’utilisation de méthodologies moléculaires sans a priori s’est développée. L’équipe de Izumi et al. a utilisé les régions conservées du gène de l’ARNr 16S et construit des bibliothèques de clones pour identifier de manière exhaustive les microbiotes de sites péri-implantaires sains et malades et de poches parodontales chez 6 patients [⁴⁴]. Cette approche a permis de détecter la présence de bactéries précédemment non cultivées et inconnues et d’évaluer la richesse et la diversité bactérienne. Le microbiote de la péri-implantite est ainsi plus riche et plus diversifié que celui des poches parodontales et des implants « sains » [⁴⁴]. Ces travaux ont également montré une faible prévalence des bactéries du complexe rouge au niveau des péri-implantites. Dans une étude de 2013, 333 taxons différents ont été identifiés à partir de 799 clones séquencés ; 231 taxons (69 %) sont des phylotypes non cultivables, dont 75 (soit près de 23 % des taxons détectés) sont nouveaux. Les nombres de taxons bactériens identifiés sur les sites de péri-implantite et de parodontite sont respectivement de 192 et 148. La composition microbienne de la péri-implantite est plus diversifiée par rapport à celle de la parodontite. Fusobacterium spp. et Streptococcus spp. sont prédominants, à la fois dans la péri-implantite et la parodontite, alors que des bactéries telles que Parvimonas micra sont détectées uniquement dans la péri-implantite [⁴⁵].

Les comparaisons des microbiotes des sites dentaires, implantaires, sains ou malades sont encore peu nombreuses dans la littérature. L’équipe de Kumar est pionnière dans cette recherche et utilise les NGS. L’équipe a analysé des échantillons de plaque sous-gingivale et sous-muqueuse recueillis de parodontite, péri-implantite, sites sains parodontaux et péri-implantaires (10 patients par groupe) [⁴⁶]. Les résultats montrent que chaque entité clinique a une signature microbiologique unique. Contrairement aux résultats obtenus par clonage, Kumar et al. montrent que les biofilms de sites péri-implantaires ont une diversité nettement inférieure à celle des sites parodontaux sous-gingivaux sains ou malades. Plusieurs espèces, y compris des espèces précédemment insoupçonnées et des organismes inconnus, ont été uniquement retrouvées dans les sites péri-implantaires. Les espèces prédominantes dans les communautés péri-implantaires (saine et malade) appartiennent aux genres Butyrivibrio, Campylobacter, Eubacterium, Prevotella, Selenomonas, Streptococcus, Actinomyces, Leptotrichia, Propionibacterium, Peptococcus, Lactococcus et Treponema. La maladie péri-implantaire est associée à des niveaux inférieurs de Prevotella et Leptotrichia et des niveaux plus élevés de Actinomyces, Peptococcus, Campylobacter, Streptococcus (non-mutans), Butyrivibrio et Streptococcus mutans par rapport aux sites implantaires sains. Les communautés de sites implantaires sains montrent des niveaux inférieurs de Prevotella, Streptococcus, Lactobacillus, Selenomonas, Leptotrichia, Actinomyces par rapport aux biofilms associés à la parodontite et des niveaux plus élevés de Peptococcus, Mycoplasma, Eubacterium, Campylobacter, Butyrivibrio et Treponema. Ainsi, le microbiote péri-implantaire diffère de celui retrouvé à la fois dans les situations de santé ou de maladie parodontale. Les maladies implantaires sont des maladies microbiologiquement hétérogènes avec des espèces essentiellement à Gram négatif.

Dans une autre étude utilisant la même technologie, la même équipe a cherché à identifier le degré de similitude entre les microbiotes péri-implantaires et les microbiotes parodontaux adjacents [⁴⁷]. Des échantillons de biofilms sous-gingival dentaire et péri-implantaire ont été recueillis auprès de 81 individus partiellement édentés avec ou sans maladie parodontale et avec ou sans péri-implantite. L’état de la dent ou de l’implant voisin a été pris en compte dans l’étude. 523 espèces ont été identifiées. 60 % des individus partagent moins de 50 % de toutes les espèces entre leurs biofilms parodontal et péri-implantaire. Lorsque les espèces du complexe rouge sont détectées dans les poches parodontales, seulement 37 % des biofilms des implants voisins hébergent ces espèces. Ainsi, il est probable que les espèces présentes dans les poches parodontales « contaminent » les sites implantaires voisins. Cependant, pour les espèces abondantes, il existe bien deux niches écologiques différentes ; les résultats suggèrent que les bactéries présentes dans les poches parodontales ne survivent pas dans les sites péri-implantaires sains ou malades [⁴⁷].

L’utilisation de méthodologies moléculaires sans a priori permet de montrer la diversité des microbiotes, d’identifier des bactéries non cultivables, voire inconnues, et de spécifier des associations non suspectées antérieurement entre la maladie et l’état sain [⁴⁸]. En utilisant ces approches, même si certains résultats sont contradictoires, il devient évident que les microbiotes de la parodontite et de la péri-implantite sont différents dans leur composition. Ces différentes compositions sont vraisemblablement liées aux différentes niches écologiques et aux différents environnements que procure la dent ou l’implant. La surface dentaire (c’est-à-dire émail/cément) et la surface implantaire métallique ou céramique favorisent l’adhésion de certaines espèces bactériennes et, en conséquence, la maturation des biofilms est différente.

LES CARACTÉRISTIQUES DES SURFACES AFFECTENT LA COLONISATION BACTÉRIENNE

Les implants dentaires offrent des surfaces de colonisation qui sont différentes de la dent, que ce soit en termes de morphologie, de matériau, de rugosité ou d’énergie de surface. Tous ces paramètres influencent le comportement bactérien, comme la forme des bactéries par exemple (^{figures 3} et ⁴). La colonisation est également influencée par la topographie [⁴⁹]. L’implant, bien que surmonté d’une couronne dentaire, a une morphologie différente de la dent. Par ailleurs, les biofilms formés sur des implants en alliage de titane ne présentent pas les mêmes caractéristiques que ceux observés sur les implants en zirconium ou autres [⁵⁰]. Les études de colonisation bactérienne sont, en règle générale, réalisées in vitro. Il n’existe pas à notre connaissance d’étude chez l’Homme de microbiomes par NGS sur ces différents alliages ou matériaux, à l’exception de l’étude récente de Cassio do Nascimento (2016), qui montre que le microbiome péri-implantaire est différent entre l’implant zircone et l’implant titane [⁵¹]. L’état et l’énergie libre de surface sont aussi des facteurs qui influencent la composition des microbiomes organisés en biofilms [⁵²].

CONCLUSION

Sur le plan clinique, il faut retenir que les maladies péri-implantaires sont des maladies infectieuses dues à un microbiote différent de celui des maladies parodontales [⁵³]. Leur prise en charge consiste, comme pour les maladies parodontales, à éliminer mécaniquement le biofilm installé [⁵³]. Le recours à l’antibiothérapie contre les bactéries du complexe rouge (P. gingivalis, T. denticola, T. forsythia) ne se justifie pas. Ces bactéries parodontopathogènes sont rarement abondantes dans le biofilm des péri-implantites, même lorsque celles-ci sont sévères. Si ces bactéries sont présentes, il s’agit le plus souvent d’une contamination provenant de la poche parodontale de la dent adjacente.

Les maladies péri-implantaires, comme les maladies parodontales, sont la conséquence d’une modification de la composition des microbiotes sains autour de la dent ou de l’implant. Plusieurs questions restent posées pour comprendre cette modification conduisant à la dysbiose et donc à la maladie :

• quels sont les principaux éléments déclencheurs de la dysbiose ?

• quels facteurs contrôlent la stabilité de la communauté dans la santé ou dans la maladie ?

• les changements de microbiome sont-ils réversibles, et si oui, comment [⁵⁴] ?

Les résultats attendus des nouvelles technologies de séquençage, leurs analyses et leurs mises à disposition à la communauté scientifique internationale permettront de caractériser la distribution biogéographique des espèces responsables de la maladie parodontale et péri-implantaire, d’identifier des cibles thérapeutiques préventives ou curatives. Pour réaliser ces objectifs, il est nécessaire d’avoir des fiches cliniques harmonisées et des protocoles standard de collecte des échantillons, de méthodes d’analyse, d’outils de calcul de ratio bactéries saines/bactéries pathogènes [⁵⁵], etc. Ces facteurs sont d’une importance majeure pour une comparaison future entre les études longitudinales cliniques à long terme et leur combinaison potentielle dans les méta-analyses.

Les NGS sont encore peu utilisées pour l’analyse des microbiotes de la cavité buccale. Aussi, il est encore possible de généraliser des gold-standards d’études cliniques. Les modèles in vitro ou in vivo chez l’animal sont des approches utiles mais restent insuffisants, compte tenu de la diversité des microbiomes de la cavité buccale chez l’Homme : 700 espèces bactériennes différentes constituant ce que nous devrions appeler le « bactériome », auxquelles il faut ajouter les virus/phages (virome), les champignons (mycome) et le nouveau phylum des bactéries ultra-petites regroupées sous le nom de « candidate phyla radiation » (CPR) auquel appartient le groupe TM7. Ces 3 groupes restent peu explorés alors que, vraisemblablement, des interactions doivent exister [⁵⁶] entre eux et les microorganismes connus. L’exploration du microbiome buccal a donc un plein avenir.

BIBLIOGRAPHIE

• 1. Robitaille N, Reed DN, Walters JD et al. Periodontal and periimplant diseases: identical or fraternal infections? Mol Oral Microbiol 2016;31:285-301.
• 2. Busenlechner D, Fürhauser R, Haas R et al. Longterm implant success at the Academy for Oral Implantology: 8-year follow up and risk factor analysis. J Periodontal Implant Sci 2014;44:102-108.
• 3. Duyck J, Vandamme K. The effect of loading on peri-implant bone: a critical review of the literature. J Oral Rehabil 2014;41:783-794.
• 4. Lindhe J, Meyle J, Group D of European Workshop on Periodontology. Peri-implant diseases: Consensus Report of the Sixth European Workshop on Periodontology. J Clin Periodontol 2008;35:282-285.
• 5. Lang NP, Berglundh T, Working Group 4 of Seventh European Workshop on Periodontology. Periimplant diseases: where are we now? Consensus of the Seventh European Workshop on Periodontology. J Clin Periodontol 2011;38 (Suppl. 11):178-181.
• 6. Kilian M, Chapple ILC, Hannig M et al. The oral microbiome – an update for oral healthcare professionals. Br Dent J 2016;221:657-666.
• 7. Pérez-Chaparro PJ, Gonçalves C, Figueiredo LC et al. Newly identified pathogens associated with periodontitis: a systematic review. J Dent Res 2014;93:846-858.
• 8. Martin B, Tamanai-Shacoori Z, Bronsard J et al. A new mathematical model of bacterial interactions in two-species oral biofilms. PloS One 2017;12:e0173153.
• 9. Preethanath RS, AlNahas NW, Bin Huraib SM et al. Microbiome of dental implants and its clinical aspect. Microb Pathog 2017;106:20-24.
• 10. de Avila ED, de Molon RS, Vergani CE et al. The relationship between biofilm and physical-chemical properties of implant abutment materials for successful dental implants. Mater Basel Switz 2014;7:3651-3662.
• 11. Mombelli A, Marxer M, Gaberthüel T et al. The microbiota of osseointegrated implants in patients with a history of periodontal disease. J Clin Periodontol 1995;22:124-130.
• 12. Rutar A, Lang NP, Buser D et al. Retrospective assessment of clinical and microbiological factors affecting periimplant tissue conditions. Clin Oral Implants Res 2001;12:189-195.
• 13. Takanashi K, Kishi M, Okuda K et al. Colonization by Porphyromonas gingivalis and Prevotella intermedia from teeth to osseointegrated implant regions. Bull Tokyo Dent Coll 2004;45:77-85.
• 14. Shibli JA, Melo L, Ferrari DS et al. Composition of supra- and subgingival biofilm of subjects with healthy and diseased implants. Clin Oral Implants Res 2008;19:975-982.
• 15. Tabanella G, Nowzari H, Slots J. Clinical and microbiological determinants of ailing dental implants. Clin Implant Dent Relat Res 2009;11:24-36.
• 16. Renvert S, Samuelsson E, Lindahl C et al. Mechanical nonsurgical treatment of peri-implantitis: a double-blind randomized longitudinal clinical study. I: clinical results. J Clin Periodontol 2009;36:604-609.
• 17. Esposito M, Grusovin MG, Worthington HV. Interventions for replacing missing teeth: treatment of peri-implantitis. Cochrane Database Syst Rev 2012;1:CD004970.
• 18. Esposito M, Grusovin MG, Worthington HV. Treatment of peri-implantitis: what interventions are effective? A Cochrane systematic review. Eur J Oral Implantol 2012;5 Suppl:S21-S41.
• 19. Carcuac O, Berglundh T. Composition of human periimplantitis and periodontitis lesions. J Dent Res 2014;93:1083-1088.
• 20. Ghighi M, Llorens A, Baroukh B et al. Differences between inflammatory and catabolic mediators of peri-implantitis and periodontitis lesions following initial mechanical therapy: An exploratory study. J Periodontal Res 2018;53:29-39.
• 21. Rams TE, Link CC. Microbiology of failing dental implants in humans: electron microscopic observations. J Oral Implantol 1983;11:93-100.
• 22. Rams TE, Roberts TW, Tatum H et al. The subgingival microbial flora associated with human dental implants. J Prosthet Dent 1984;51:529-534.
• 23. Mombelli A, van Oosten MA, Schurch E et al. The microbiota associated with successful or failing osseointegrated titanium implants. Oral Microbiol Immunol 1987;2:145-151.
• 24. Ericsson I, Berglundh T, Marinello C et al. Long-standing plaque and gingivitis at implants and teeth in the dog. Clin Oral Implants Res 1992;3:99-103.
• 25 Lindhe J, Berglundh T, Ericsson I et al. Experimental breakdown of peri-implant and periodontal tissues. A study in the beagle dog. Clin Oral Implants Res 1992;3:9-16.
• 26. Lang NP, Braägger U, Walther D et al. Ligature-induced periimplant infection in cynomolgus monkeys. I. Clinical and radiographic findings. Clin Oral Implants Res 1993;4:2-11.
• 27. Mombelli A, Feloutzis A, Brägger U et al. Treatment of periimplantitis by local delivery of tetracycline. Clinical, microbiological and radiological results. Clin Oral Implants Res 2001;12:287-294.
• 28. Costa FO, Takenaka-Martinez S, Cota LOM et al. Peri-implant disease in subjects with and without preventive maintenance: a 5-year follow-up. J Clin Periodontol 2012;39:173-81.
• 29. Rosenberg ES, Torosian JP, Slots J. Microbial differences in 2 clinically distinct types of failures of osseointegrated implants. Clin Oral Implants Res 1991;2:135-144.
• 30. Mombelli A, Müller N, Cionca N. The epidemiology of periimplantitis. Clin Oral Implants Res 2012;23 (Suppl. 6):67-76.
• 31. Simonis P, Dufour T, Tenenbaum H. Longterm implant survival and success: a 10-16-year follow-up of non-submerged dental implants. Clin Oral Implants Res 2010;21:772-777.
• 32. Cho-Yan Lee J, Mattheos N, Nixon KC et al. Residual periodontal pockets are a risk indicator for peri-implantitis in patients treated for periodontitis. Clin Oral Implants Res 2012;23:325-333.
• 33. Roccuzzo M, Bonino F, Aglietta M et al. Tenyear results of a three arms prospective cohort study on implants in periodontally compromised patients. Part 2: clinical results. Clin Oral Implants Res 2012;23:389-395.
• 34. Mombelli A, Mericske-Stern R. Microbiological features of stable osseointegrated implants used as abutments for overdentures. Clin Oral Implants Res 1990;1:1-7.
• 35. Lee KH, Maiden MF, Tanner AC et al. Microbiota of successful osseointegrated dental implants. J Periodontol 1999;70: 131-138.
• 36. Hultin M, Gustafsson A, Hallström H et al. Microbiological findings and host response in patients with peri-implantitis. Clin Oral Implants Res 2002;13:349-358.
• 37. Sumida S, Ishihara K, Kishi M et al. Transmission of periodontal disease-associated bacteria from teeth to osseointegrated implant regions. Int J Oral Maxillofac Implants 2002;17:696-702.
• 38. Socransky SS, Haffajee AD, Cugini MA et al. Microbial complexes in subgingival plaque. J Clin Periodontol 1998;25:134-144.
• 39. Sbordone L, Barone A, Ciaglia RN et al. Longitudinal study of dental implants in a periodontally compromised population. J Periodontol 1999;70:1322-1329.
• 40. Salvi GE, Fürst MM, Lang NP et al. Oneyear bacterial colonization patterns of Staphylococcus aureus and other bacteria at implants and adjacent teeth. Clin Oral Implants Res 2008;19:242-248.
• 41. Persson GR, Renvert S. Cluster of bacteria associated with peri-implantitis. Clin Implant Dent Relat Res 2014;16:783-793.
• 42. Renvert S, Lindahl C, Renvert H et al. Clinical and microbiological analysis of subjects treated with Bränemark or Astra-Tech implants: a 7-year follow-up study. Clin Oral Implants Res 2008;19:342-347.
• 43. Leonhardt A, Renvert S, Dahlén G. Microbial findings at failing implants. Clin Oral Implants Res 1999;10:339-345.
• 44. Koyanagi T, Sakamoto M, Takeuchi Y et al. Analysis of microbiota associated with peri-implantitis using 16S rRNA gene clone library. J Oral Microbiol 2010;2, DOI: 10.3402/jom.v2i0.5104.
• 45. Koyanagi T, Sakamoto M, Takeuchi Y et al. Comprehensive microbiological findings in peri-implantitis and periodontitis. J Clin Periodontol 2013;40:218-226.
• 46. Kumar PS, Mason MR, Brooker MR et al. Pyrosequencing reveals unique microbial signatures associated with healthy and failing dental implants. J Clin Periodontol 2012;39:425-433.
• 47. Dabdoub SM, Tsigarida AA, Kumar PS. Patient-specific analysis of periodontal and peri-implant microbiomes. J Dent Res 2013;92:168S-175S.
• 48. Sousa V, Nibali L, Spratt D et al. Peri-implant and periodontal microbiome diversity in aggressive periodontitis patients: a pilot study. Clin Oral Implants Res 2017;28:558-570.
• 49. Perera-Costa D, Bruque JM, González-Martín ML et al. Studying the influence of surface topography on bacterial adhesion using spatially organized microtopographic surface patterns. Langmuir ACS J Surf Colloids 2014;30:4633-4641.
• 50. Bremer F, Grade S, Kohorst P et al. In vivo biofilm formation on different dental ceramics. Quintessence Int Berl Ger 1985 2011;42:565-574.
• 51. Nascimento C do, Pita MS, Santos E de S et al. Microbiome of titanium and zirconia dental implants abutments. Dent Mater Off Publ Acad Dent Mater 2016;32:93-101.
• 52. Charalampakis G, Belibasakis GN. Microbiome of peri-implant infections: lessons from conventional, molecular and metagenomic analyses. Virulence 2015;6:183-187.
• 53. Renvert S, Polyzois I. Treatment of pathologic peri-implant pockets. Periodontol 2000 2018;76:180-190.
• 54. Van Dyke TE. Pro-resolving mediators in the regulation of periodontal disease. Mol Aspects Med 2017, DOI: 10.016/j.mam.2017.04.006.
• 55. Meuric V, Le Gall-David S, Boyer E et al. Signature of microbial dysbiosis in periodontitis. Appl Environ Microbiol 2017;83, DOI: 10.1128/ AEM.00462-17.
• 56. Baker JL, Bor B, Agnello M et al. Ecology of the oral microbiome: beyond bacteria. Trends Microbiol 2017;25:362-374.

Liens d’intérêts

Les auteurs déclarent n’avoir aucun lien d’intérêts concernant cet article.